RECUENTO DE HEMATIES

El recuento de hematíes consiste en determinar el número de eritrocitos que tenemos en un volumen determinado de sangre. 

En esta practica utilizaremos la cámara de recuento Neubauer, y así también podremos practicar su uso. También aprenderemos el procedimiento para el recuento de los hematíes.

El material que vamos a usar en esta práctica va a ser una pipeta diluidora thoma, un tubo de goma con boquilla para adaptar a la pipeta, cámara de Neubauer, tubo de ensayo, tubo eppendorf, vaso de precipitado para las puntas usadas, micropipeta, puntas de micropipeta y un cubre.

 

De muestra vamos a usar sangre que tenemos en el frigo ya preparada, y de reactivo usaremos el de Hayem.

Esta practica tiene un procedimiento sencillo y lo más complicado puede ser el recuento. Podemos hacerlas de 2 métodos.

Procedimiento del primer método:

Una vez tengamos todo el material preparado en un papel de filtro procedemos primero a realizar la dilución ( factor de dilución 1/200). Cogemos con la micropipeta 5 microlitros de sangre y la ponemos en un eppendorf, cambiamos la punta y ahora cogemos 995 microlitros de Hayem y lo echamos en el eppendorf que tenemos la sangre y lo mezclamos suavemente.

Preparamos la cámara de Neubauer, mojando un poquito para que el cubre quede mejor pegado, ajustaremos el cubre en el filo para así la dilución pueda penetrar mejor.

Cogemos 10 microlitros de la dilución y poniendo la punta de la micropipeta en el filo de la cámara, entre el filo del cubre y el hueco que queda entre la cámara y el cubre y vamos soltando para que vaya entrando la dilución.

Ya la tendríamos preparada para mirar al microscopio.

Procedimiento del segundo método:

Una vez hecha la dilución, cogemos la pipeta thoma y la metemos en el tubo de sangre, y aspiramos 0,5 microlitros. Limpiamos con cuidado el exterior de la pipeta con un algodón sin que baje el nivel de sangre.

Ahora metemos la pipeta en el tubo donde tenemos el líquido de Hayem y aspiramos hasta 1a señal 101, y desenganchamos la pipeta del tubo y homogenizamos suavemente.

Teniendo la cámara preparada al igual que en el anterior método, ponemos la pipeta en el borde de la cámara y por capilaridad la sangre penetrará entre el cubre y la cámara. Ya la tenemos preparada para mirar al microscopio.

Ponemos la cámara en el microscopio y enfocamos con el objetivo 40x con el condensador bajo, y asegurarnos que la distribución de los hematíes sea homogénea. 

Debemos fijarnos en el cuadro central, y de ese cuadro contar los hematíes de los cuadros medianos de las esquinas y en el del centro. Contaremos los hematíes que están en el cuadro y los que están en contacto con sus líneas de demarcación derecha o superior. Seguiremos un orden en zig-zag.

Contaremos los hematíes de los cuadrados medianos del cuadrado grande central y como en total tiene 25 cuadrados medianos, tendremos que multiplicar por 5 el resultado que nos dé de contar los 5 cuadrados medianos, y así sabremos los que tenemos en todo el cuadrado.

Este resultado lo tendremos que multiplicar por 10, que es el resultado de multiplicar la longitud de los lados del cuadrado central que es de 1mm por los 0,1mm que hay de espacio entre el cubre y la cámara, y así obtendremos los hematíes que tenemos en 1mm cúbico.

Y todo esto se multiplicará por el factor de dilución que hemos realizado, en este caso ha sido 200. Siendo la formula la siguiente

                        RBC= H X 5 X 10 X FD

El margen de error de esta técnica es alto, esta en un +-20%

Los valores normales están entre 4 y 5,5 millones/mm3 en mujeres, entre 4,5 y los 6 millones/mm3 en hombres.

Durante la practica no hemos llegado a contar los hematíes

Como siempre en todas las practicas hay que llevar los epis puestos y llevar a cabo el protocolo con cuidado y al terminar limpiarlo todo y los residuos a sus contenedores correspondientes.

EJERCICIOS

1. ¿Qué se debe hacer si el líquido de Hayem contiene precipitados? 

    Se debe de filtrar

2. ¿ Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadrados pequeños donde se han contado los hematíes?

    0,05 x 0,05 x 0,1 = 0,00025mm3

3. ¿Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadrados medianos donde se han contado los hematíes?

    0,2 x 0,2 x 0,1 = 0,04mm3

4. ¿ Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre el cuadrado central?

    1 x 1 x 0,1 = 0,1mm3

5. Si la pipeta Thoma se enrasa con sangre hasta la señal de 1, ¿Cuál es la dilución posteriormente obtenida? 

    1/100

6. Si la sangre se diluye a 1/200 y se cuentan 450 hematíes en 5 cuadrados medianos, ¿Cuál es el RBC obtenido?

    RBC = 450 x 5 x 10 x 200

    RBC = 4500000 hematíes/mm3

TINCION Y RECUENTO DE RETICULOCITOS

En esta práctica lo que vamos a hacer va a ser el identificar los reticulocitos que tengamos en una muestra de sangre, saber reconocerlos por su forma y también ver la cantidad que hay en relación con las células presentes, con respecto a 2000 hematíes.

los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas), mitocondrias y otros órganos celulares.

Para observarlos vamos a usar colorantes vitales, azul de cresil brillante. Estos colorantes precipitarán los restos de ARN y se observarán como filamentos azules intensos en el interior de la célula.

Estos presentan 4 grados distintos de maduración, según la agrupación de los filamentos azules en su interior. Desde el grado 1 que sería una célula joven hasta el grado 4 que sería un célula ya vieja.

El material que vamos a usar en esta práctica va a ser: microscopio, tubos de hemólisis, pipeta Pasteur, portas, baño maría, parafilm, agua destilada

como reactivos: azul de cresil brillante, solución salina al 0,9%, citrato sódico al 0,3%, aceite de inmersión.

El procedimiento al igual que las demás prácticas es sencillo y no se lleva mucho tiempo en su elaboración.

1. Comenzamos preparando todo el material y conectando el baño maría para que cuando vayamos a usarlo este a la temperatura deseada, que será 37ºc.

2. Se debería de preparar el colorante, pero no tendremos que hacerlo ya que tenemos ya preparado en el laboratorio.

3. Usaremos sangre capilar, así que tendremos que pincharnos en el pulpejo de unos de nuestros dedos, normalmente usaremos el tercer o cuarto dedo de alguna mano. Una vez nos hayamos pinchado, deshacemos la primera gota y echamos 3 gotas en el tubo de hemólisis, y después de haberlas echado y limpiado el dedo, cogemos 3 gotas de colorante y los mezclamos suavemente, y lo tapamos con parafilm.

4. Una vez sellado el tubo lo pondremos en el baño maría que estará a la temperatura que le hemos puesto (37ºc) durante 5 minutos.

5. Pasado ya el tiempo lo sacamos y lo volvemos a homogenizar, y de ahí cogeremos una gota con la pipeta y realizaremos la extensión, dejándola secar al aire.

6. Y ya realiza la extensión la colocamos en el microscopio con el objetivo 100x y una gota de aceite de inmersión.

Debemos ver los hematíes de color verde-amarillento y los reticulocitos en su interior veremos esos hilos finos de color azul. y procederemos a su recuento, vamos a ir contando los hematíes que vemos por campo.

Los hematíes los tendremos teñidos de un color verde amarillento y los reticulocitos los podremos diferenciar porque en su interior unos hilos finos en color azul.

Debemos contar un total de 2000 hematíes y después haremos el calculo del porcentaje de reticulocitos con la formula siguiente:

% reticulocitos= nº de reticulocitos contados / nº de hematíes contados x 100

los valores normales que debemos tener en cuenta son que en adultos y en niños ha de estar entre el 0,5% y el 2%.

Si hay disminución de reticulocitos puede ser debido a una aplasia medular, anemia ferropénica, anemia megaloblástica, anemias que cursan con dificultad en la eritropoyesis.

Si vemos aumento puede ser debido a anemias hemolíticas y post-hemorrágicas, en las que la médula ósea produce en aumento hematíes para compensar.

ACTIVIDADES DE REFUERZO

1. ¿Qué son los reticulocitos?

Son hematíes inmaduros que han perdido el núcleo, pero conservan restos de ARN.

2. ¿Qué tipo de tinción estamos utilizando?

Una tinción de azul cresil brillante

3. ¿Por qué hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos?

Para corregir el numero de hematíes maduros, y se debe corregir según el hematocrito del paciente.

4. ¿Qué nos expresa el IPR?

Es el índice de producción reticulocitaria, nos muestra si el grado de estimulación hematopoyética está por encima de la actividad normal. Un valor entre 2 y 3 es normal.

 DETERMINACION DEL HEMATOCRITO

El objetivo de esta practica va a ser el saber determinar el hematocrito mediante el micrométodo y su posterior cuantificación.

En este método centrifugaremos la sangre, así la fracción forme que contiene los hematíes se irá al fondo del tubo y el plasma quedará en el sobrenadante.

El valor que buscamos será la relación que existe entre el volumen ocupado por los hematíes y el ocupado por la sangre total, expresada en forma de porcentaje. Y hemos de tener en cuenta que no en todas las zonas vasculares no va a ser ese porcentaje, con sangre capilar es algo superior que el que se obtenga de sangre venosa.

La determinación se puede hacer por métodos manuales o automáticos, en nuestro caso va a ser el método manual. Usaremos la centrifugadora y el lector de microhematocrito para nuestra práctica.

Los materiales que usaremos para la práctica son: lector de microhematocrito, microcentrífuga, 2 capilares azul, portas, plastilina, pipeta pasteur, papel de filtro.

En esta práctica no usaremos ningún reactivo ya que la muestra que vamos a usar es sangre venosa que tenemos en el frigo y ya lleva el anticoagulante.

El procedimiento es sencillo y rápido.

1. Comenzamos cogiendo uno de los capilares con una mano y con la otra la pipeta pasteur con sangre venosa que habremos cogido del tubo que tenemos preparado. llenaremos el capilar hasta las 3/4 partes del tubo y seguidamente pasaremos el capilar por la plastilina, por el lado por donde hemos llenado el capilar para que haga un tapón y no se nos salga al centrifugar. Lo haremos por duplicado.

2. A continuación encendemos la microcentrífuga y colocamos los dos capilares, que estén en sentido opuesto, para equilibrar la microcentrífuga, y con los tapones de los capilares hacia fuera. Lo pondremos 5 minutos a 12000 rpm.

3. Una vez acabada la centrifugación ya solo nos queda hacer la lectura poniendo el capilar en la ranura del lector del microhematocrito, con la columna de eritrocitos hacia el punto rojo.

Giramos el disco central hasta hacer coincidir:

• La línea más alejada del punto rojo, con el final de la columna del plasma.
• La línea mas cercana al punto rojo, con el inicio de la columna de eritrocitos.
• La línea central, con la interfase de separación presente entre el plasma y los eritrocitos.

Y ya leemos en la escala inferior, el valor que nos da de hematocrito.

Los valores normales están en un 37% y un 47% en mujeres, y en hombres en un 42% y un 52%. Si los valores obtenidos son por debajos de los normales es signo de padecer una anemia, en cambio, si los valores están por encima de los normales, suele ser signo del padecimiento de una poliglobulina.

Una vez terminada la prueba tiraremos los capilares al contenedor de residuos biológicos y el resto lo tiraremos a la basura. volviendo a dejar limpio nuestro puesto de prácticas, como siempre hacemos.

Aunque la practica haya sido rápida las normas de trabajo siempre hay que hacerlas estrictas, llevar a cabo el protocolo y la seguridad en el trabajo, usando como siempre los epis obligatorios.

Ejercicios

1. ¿Qué significa la franja roja que tiene algunos capilares de microhematocrito?

    Que está heparinizada

2. ¿A que velocidad se centrifuga la sangre?

    A 12000 rpm

3. Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20 mm y la de la columna total es de 50mm, ¿cuál es el valor del hematocrito?

    20/50x100= 40%

4. si con un capilar se obtiene HTC de 45 y con el otro de 43, ¿Cómo debe ser la forma de actuar ante estos resultados?

    Damos como valor final del HTC la media de ambos valores, ya que no se supera el 2%. Si se superase el 2% se tendría que repetir la prueba.

TINCION DE WRIGHT 

Esta tinción la sacamos de la tinción hematológica de la casa Panreac.

Para realizar el colorante de dicha tinción consiste en hacer una solución de alcohol de metílico con de un colorante ácido,eosina y una mezcla de azul me metileno (del 50% al 75%) y azur B (del 10% al 25%). 

En esta tinción a diferencia de la de Giemsa, no usaremos el metanol, ya que está presente en la composición del colorante, así que tendremos un paso menos en el paso previo a la fijación del colorante.

Los resultados que obtendremos será una hermosa coloración en los leucocitos dándole a su núcleo un color púrpura y en los neutrófilos en su gránulos, y de un color rosado veremos a los glóbulos rojos.

A la hora de realizar la práctica pondremos bastante atención cuando hagamos la tinción, ya que los factores como el pH del colorante, de la solución y lavado, y el tiempo de tinción nos pueden influir en el resultado de la misma. Y no solo en esta práctica, sino en todas en las que usemos colorantes y reactivos para teñir.

Si usamos sangre ya preparada que tenemos en el frigo, usaremos capilares sin anticoagulante (azules), ya que la sangre del fresco ya la lleva.

el material que vamos a usar en esta práctica va a ser el siguiente: papel de filtro, gradilla, portas, cristalizador y puente, capilares (azul), pipeta Pasteur con chupete, tubo eppendorf, frasco lavador, microscopio.

como reactivos usaremos: solución de eosina-azul de metileno según Wright, solución tampón pH 7,2, aceite de inmersión. 

Y como muestra: sangre venosa anticoagulada (los anticoagulantes mas adecuados son la heparina y el EDTA).

El procedimiento de esta práctica es sencilla y se lleva menos tiempo que la de Giemsa

1. El comienzo va a ser realizando el frotis sanguíneo de la sangre que tenemos ya preparada y homogenizada, intentando que sea muy fino para poder observarlos mejor al microscopio y evitar sobrecoloraciones y dejaremos secar al aire y lo pondremos sobre el puente.

2. A continuación echamos la coloración eosina-azul de metileno, 1 ml o hasta que se quede cubierta la muestra y lo dejaremos 1 minutos. Una vez pasado ese tiempo lo lavamos con tampón pH 7,2.

3. Una vez realizada la primera coloración, continuamos realizando la dilución que vamos a usar ahora. Con la pipeta Pasteur cogemos 0,5 ml de colorante y otros 0,5 de tampón y lo mezclamos en un tubo eppendorf (eso cuando se va a hacer 1 extensión, nosotros como hicimos 4, pusimos 2 ml de cada).

Cuando tengamos nuestra mezcla realizada, procedemos a poner en nuestro porta la dilución obtenida, dejando toda la muestra cubierta, y dejaremos que actúe de 3 a 5 minutos. Una vez transcurrido el tiempo se procederá a los lavados, que primero lo haremos con agua estéril y a continuación con tampón, y lo pondremos en vertical para que escurra y se seque.

4. Como ya lo tenemos seco, procedemos a su lectura al microscopio, usando el objetivo de 100x y una gota de aceite de inmersión.

La lectura de los resultados es exactamente igual que en la Tinción de Giemsa, veremos tanto los eritrocitos, neutrófilos, eosinófilos, basófilos y demás cada uno con su tiencion.

los eritrocitos en color rosa asalmonado y plaquetas color violeta.

Monocitos y linfocitos con un núcleo color violeta y el citoplasma azul, aunque en el monocito será más claro.

Si veis basófilos, los veréis en color púrpura y granulaciones de color azul oscuro. 

Siempre hay que acordarse del protocolo a seguir, también de la seguridad en el trabajo.

las soluciones que hemos usado se rotularán con su nombre y fecha en la que se han realizado. Desechamos el resto que se ha quedado en el cristalizador en el contenedor de reactivos para su posterior eliminación.

 TINCION DE GIEMSA

La tinción de Giemsa es muy usada en hematología, así nos permite diferenciar distintas células sanguíneas. Esta tinción nos revela basófilos, linfocitos, eritrocitos, plaquetas, hasta la cromatina de los núcleos.

Según la proporción de azul de metileno y eosina que usemos a la hora de hacer la composición del colorante obtendremos distintos métodos de tinción (Giemsa, Wright, Panóptico de Pappenheim...). En esta práctica vamos a usar como colorante la mezcla de azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.

El material que vamos a usar en la práctica va a ser el siguiente: papel de filtro, cristalizador, puente de tinción, pipeta pasteur con chupete, frascos lavadores, tubos de ensayo, portas limpios.

Como reactivos vamos a usar: colorante en solución según Giemsa de Panreac, solución tampón pH 7,2 de Panreac, metanol, aceite de inmersión, agua estéril.

Y como muestra usaremos sangre capilar fresca, también se puede usar sangre venosa anticoagulada con heparina o EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas.

El procedimiento de esta práctica es sencillo pero necesita su tiempo.

1. Comenzaremos preparando el reactivo. En este caso no tenemos tampón así que tenemos que prepararlo. Lo tenemos a 10x, vamos a hacer 1 litro y como está en polvo, será 100 gr en 1 litro.

2. Ahora tenemos que realizar una dilución. Cogemos 0,2 ml de colorante azul eosina-azul de metileno según Giemsa, con 2 ml de solución tampón, la dilución se hace en un tubo. Lo mezclamos todo bien con una pipeta pasteur.

3. Vamos a usar sangre venosa ya preparada que tenemos en el frigo, así que la resuspendemos, moviendola, ya que está separada en fracciones.

4. Preparamos el frotis, para ver los pasos de su realización podemos ver el apartado 1 de la práctica del panóptico rápido. 

Cogemos un capilar (un capilar azul, ya que la sangre está anticoagulada) y cogemos sangre de la muestra y colocamos un poco en el porta y realizamos el frotis.

5. Una vez realizado el frotis, ponemos el porta en el puente que tenemos en el cristalizador y le ponemos metanol durante 3 minutos para que así se fije la muestra. Una vez pasado el tiempo escurrimos y dejamos secar.

6. Ya secado el frotis, echamos en él la disolución que tenemos preparada y la dejamos 25 minutos, y una vez transcurrido el tiempo lo lavaremos con agua destilada y después tampón, y lo dejaremos escurrir y secar poniendo el porta en vertical.

7. Una vez ya seco pasamos a la observación al microscopio óptico con el objetivo de 40x y el de 100x y con una gota de aceite de inmersión.

Como resultado de la práctica veremos tanto los eritrocitos, neutrófilos, eosinófilos, basófilos y demás cada uno con su tiencion.

los eritrocitos en color rosa asalmonado y plaquetas color violeta.

Monocitos y linfocitos con un núcleo color violeta y el citoplasma azul, aunque en el monocito será más claro.

Si veis basófilos, los veréis en color púrpura y granulaciones de color azul oscuro. Nosotros no vimos ninguno en nuestra tinción, eritrocitos, plaquetas y monocitos sí.

Siempre hay que acordarse del protocolo a seguir, también de la seguridad en el trabajo.

las soluciones que hemos usado se rotularán con su nombre y fecha en la que se han realizado. Desechamos el resto que se ha quedado en el cristalizador en el contenedor de reactivos para su posterior eliminación.

Como siempre, debemos realizar todo con los epis correspondientes (bata, mascarilla y guantes), y seguir el protocolo establecido.

Ejercicios

1. ¿Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta técnica?

    EDTA

2. ¿Con qué reactivo fijamos el frotis?

    Metanol

3. ¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?

    25 minutos

 TINCION DE PANOPTICO RAPIDO 

Este método de tinción diferencial es un sistema que aúna la policromía y a diferencia de los otros metodos clasicos (Giemsa y Wright) con esta su ejecución la podremos observar con una gran rapidez,en tan solo 15 segundos.

En esta práctica a diferencia de las otras presenta la peculiaridad de ser un método de inmersión, donde el frotis se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

En esta tinción diferencial nos va a permitir observar las células sanguíneas y poder diferenciarlas..

El material que vamos a usar va a ser: papel de filtro, una lanceta, dos portao limpios, algodón, rotulador de vidrio, frasco lavador con agua destilada y 3 duquesitas.

La muestra va a ser la sangre problema, que será nuestra sangre capilar, como reactivo usaremos alcohol 70º, solución 1 con alcohol de triarilmetano, solución 2 con tampón de xanteno, solución 3 tampón de tiazina.

El procedimiento es bastante sencillo y rápido.

1. Comenzaremos realizando el frotis sanguíneo, lo que usaremos nuestra sangre capilar pinchándonos en el pulpejo del tercer o cuarto dedo de una de las manos, desinfectándolo antes con algodón y alcohol y una vez seco no pincharemos con la lanceta, retirando la primera gota de sangre y ya sobre el portaobjetos pondremos la siguiente gota de sangre.

Recordar que si queremos usar sangre venosa, la sangre ha de ser anticoagulada con EDTA. Para realizar el frotis no debemos utilizar sangre anticoagulada con heparina.

cogeremos el otro porta y lo pondremos un poco por delante de la gota que hemos puesto formando un ángulo de 45º con el porta soporte. Una vez colocado desplazaremos con cuidado hacia atrás hasta llegar a tocar la sangre y dejaremos que la gota se extienda por lo largo del porta extensor, y antes de que la sangre toque los extremos del porta soporte deslizaremos el porta extensor hacia delante, haciendo un movimiento firme y recto, no llegando hasta el final.

Una vez que hemos realizado la extensión la dejaremos secar y rotularemos el porta soporte con nuestro nombre, para saber en cada momento de quién es la sangre del frotis.

2. Ya tenemos realizado el frotis, pues ahora preparemos las soluciones en donde sumergiremos el frotis, tenemos 3 duquesitas, depositaremos en cada una de ellas las 3 soluciones que vamos a usar, rotulando en cada uno el reactivo correspondiente.

                

3. Ahora comenzaremos con la inmersión del porta en las soluciones. Cogemos el porta y realizamos la inmersión en la solución 1, durante 1 segundo, y repetiremos esta acción 4 veces (que en total habrán sido 5 veces, 5 segundos). Una vez realizada la última dejaremos escurrir para así eliminar el exceso de colorante.

4. Seguimos con la siguiente inmersión en la solución 2, que haremos igual que hemos realizado en la solución 1, serán 5 veces, 5 segundos. Dejamos escurrir al igual que hemos hecho antes.

5. Finalmente con la solución 3 volveremos a hacer los mismo, 5 veces, 5 segundo. Al realizar la última lavamos el porta con agua destilada y dejaremos secar.

6. Ya una vez seco lo pondremos en el microscopio para observar el resultado.

Al porta le pondremos aceite de inmersión y el objetivo de 100x para poder observar bien las coloraciones de las células sanguíneas, y podremos ver tonalidades rosas y azules.

Si queremos dar más intensidad a la tinción, lo que deberemos hacer es modificar el número de inmersiones en las soluciones 2 y 3.

Una vez realizada la práctica debemos guardar los reactivos bien etiquetados cada uno, y el resto se ha de lavar bien y una vez seco colocarlo en su sitio. El reactivo que hemos eliminado irá al contenedor de reactivos.

Recordar que siempre que usemos reactivos el llevar cuidado al manipularlos, con el protocolo establecido y los epis correspondientes. Todo hay que manejarlos con guantes, bata y mascarilla.

 VISUALIZACION DE SANGRE EN FRESCO

con esta práctica queremos conseguir el poder ver la estructura de las células sin usar ningún colorante.

Cuando observamos  una muestra sin teñir, nos va a permitir evitar esos efectos secundarios que las tinciones nos pueden dar como: la solubilidad de hidratos o coagolucaciones de las proteínas.

Así nos será posible visualizar las estructuras naturales de células o su cambios estructurales cuando están en procesos patológicos. Así como también podremos visualizar los quilomicrones, que en las preparaciones que van teñidas no podremos verlos al ser solubles en alcohol.

El material que vamos a usar va a ser: una lanceta, un portaobjetos, un cubreobjetos, alcohol, una gasa y un microscopio óptico.

El procedimiento es bien sencillo y consta de pocos pasos:

1. Empezamos desinfectándonos el dedo en el que no vamos a hacer la punción con la lanceta, con una gasa impregnada en alcohol.

2. Seguidamente presionamos con la lanceta en el dedo el cual queremos sacar la sangre, y lo haremos en algún lateral de él, para que a la hora de seguir haciendo la práctica no nos moleste.

3. A continuación pondremos una gota en el centro del porta y lo cubrimos después con el cubreobjetos. Y ya tendríamos listo nuestra muestra 

4. Una vez que tenemos nuestra muestra ya lista, sólo nos queda el poder visualizarla al microscopio 

Lo que vamos a observar van a ser nuestros glóbulos rojos, que al ir sin teñir los visualizaremos de color anaranjado y los vamos a ver amontonados, como si fueran pilas de monedas.

Si observamos bien, podremos observar como en el centro de cada célula se ve como una forma blanca, eso es debido a la forma del glóbulo rojo, que es bicóncavo.

Los glóbulos blancos y los leucocitos, en caso de ver alguno, se verán móviles gracias a su extremo activo que produce pseudópodos y facilita el movimiento.

Los quilomicrones en este caso también se podrían observar, sobre todo después de comer, que es cuando más podríamos apreciarlos y también al ser una muestra sin teñir podemos verlos, en las teñidas no porque son solubles en alcohol.

En esta práctica al no usar ningún reactivo no tendremos que tirar nada, solo lavarlo todo bien y después colocarlo todo en su sitio.

En toda práctica debemos usar los correspondientes epis, bata, guantes y mascarilla.